Ir al contenido principal

Práctica 10: CARIOTIPO. Siembra de sangre periférica.

1. Objetivo.

Realizar un cultivo celular de sangre periférica para que los linfocitos T proliferen.

2. Fundamento. 

Un cultivo celular es el proceso mediante el que células, ya sean procarios o eucariotas, pueden cultivarse en condiciones controladas. En esta ocasión vamos a cultivar una muestra de sangre humana para que los linfocitos T de la muestra proliferen y podamos realizarle el cariotipo, el cual es el objetivo principal de las prácticas 9, 10...*. Para que las células se 'siembren', es preciso que tengan un medio de cultivo que las nutra: nosotros utilizaremos el medio de cultivo RPMI 1640. Además, también se tendrá que añadir en el cultivo fitohemaglutinina, la cual es una lectina que estimula la proliferación de linfocitos T y desdiferenciación a linfoblastos.

3. Material y reactivos.

  • Micropipeta de rango de volúmenes 100 a 1000 microlitros.
  • Gradilla.
  • Tubo de hematología con heparina (verde).
  • Medio de cultivo RPMI 1640.
  • Fitohemaglutinina.


4. Procedimiento.

Lo primero que debemos de hacer es atemperar el medio de cultivo RPMI 1640 -que se encontrará congelado- en el baño termostático. Mientras tanto, es preciso obtengamos la muestra de sangre, que será la nuestra propia y nos la extraerá un profesor del centro titulado en enfermería:

La muestra es de 1 ml y el tubo contiene heparina, un glicosaminoglicano muy sulfatado cuyo fin es no permitir la coagulación de la sangre (anticoagulante).


Durante toda la práctica deberemos llevar a cabo la técnica aséptica por lo que comenzaremos dejando activada la opción de rayos UV en la cabina de flujo laminar durante 10 minutos debido a su acción germicida. Mientras tanto, prepararemos todo el material cerca de la cabina (incluido el medio de cultivo atemperado a 37º).
Cuando pasen los 10 minutos, rociaremos nuestras manos enguantadas con alcohol y, seguidamente, todos los materiales que hemos preparado. Conforme vayamos rociándolos con alcohol, iremos introduciendolos dentro y, una vez estén todos en su interior, volveremos a rociar nuestras manos y a colocarlos de la manera que nos sea más cómodo y no de lugar al cruce de manos. Ya no podremos sacar nuestras extremidades de la cabina.

Fijaremos el volumen de 250 microlitros y abriremos los tapones de la fitohemaglutinina y del medio de cultivo, dejándolos lejos del espacio de trabajo (en la periferia) siempre boca arriba. Colocamos una punta de micropipeta en la micropipeta y presionamos hasta el primer émbolo, lo dirigimos hasta el tubo de la fitohemaglutinina e introducimos la punta, donde soltaremos el émbolo.



Seguidamente conducimos la micropipeta hasta la alícuota que contiene el medio de cultivo y presionamos hasta el 2º tope.

Desechamos la punta de la micropipeta y volvemos a renovarla con otra (abriendo y cerrando el envase con la mano que nos quede libre). 

Volveremos a pipetear, siendo esta vez 400 microlitros de sangre completa de la muestra anterior y teniendo en cuenta que previamente deberemos mezclar la sangre presionando y aflojando el émbolo lentamente para que todo contenga la misma cantidad de hematíes, glóbulos blancos, etc... . Los 400 microlitros serán vertidos a la anterior disolución de fitohemaglutinina y medio RPMI 1640.





5. Consideraciones de seguridad.

Debemos prestar especial atención a no utilizar nunca la cabina de flujo laminar con los rayos UV debido al riesgo cancerígeno que supone. Además, es indispensable utilizar bata y guantes en el laboratorio.
Si conectamos o desconectamos la cabina de la toma de contacto, deberemos atender a los riesgos que supone manejar instalaciones eléctricas (que el agua no toque la toma, desenchufar y enchufar con delicadeza, etc...).
Recordamos, además, la importancia de la no contaminación de los reactivos y la muestra de sangre así como de los tubos que las contendrán y el volumen que verteremos de ellos. Éstos diversos factores se tratarán de evitar mediante una técnica aséptica óptima. 
Introduciremos el cultivo de la estufa con cuidado para no golpear accidentalmente los tubos del resto de los compañeros y evitar salpicaduras y/o contaminaciones.

Cerraremos el espejo de cristal y la puerta de la estufa, evitando dejarlas abiertas el mínimo tiempo posible para evitar la bajada de temperatura del interior de la estufa, la entrada de microorganismos exógenos a los cultivos o salida de aerosoles, entre otros. 

6. Gestión de residuos.

Tanto la punta de micropipeta que ha entrado en contacto con la sangre y el tubo que contenía la muestra se desecharán en el contenedor de residuos biológicos. El resto son desechados en un vaso de precipitado etiquetado como 'residuos', que irán a la papelera común.


Comentarios

Entradas populares de este blog

Práctica 1: Manejo y calibración de las micropipetas.

1. Objetivo. Tras un mes de adquisición fundamento teórico en el laboratorio de Biología Molecular, debemos comenzar a habitualizar el uso del material del mismo durante el horario lectivo. En éste caso, será el turno de las micropipetas, las cuales comprobaremos su precisión. 2. Fundamento. La micropipeta es un instrumento de laboratorio empleado para succionar y transferir pequeños volúmenes de líquidos y permitir su manejo en las distintas técnicas analíticas. Existen micropipetas fijas o con un rango de volúmenes, teniendo que colocar un su punta una punta de micropipeta adecuada a su volumen cada vez que vayamos a utilizarlas. Las fijas suelen ser más exactas, por lo que siempre tendrán mayor preferencia para usarlas en el laboratorio; no obstante, si no tuviésemos micropipetas fijas del volumen que necesitásemos, utilizaríamos una pipeta de rango de volúmenes que abarque el que requeramos para la práctica.  En Biología Molecular se trabaja con cantidades muy pequeña

Práctica 14: Extracción de ADN casera.

1. Objetivo. Visualización de las fibras de ADN de la saliva. 2. Fundamento. El ADN se encuentra en el interior del núcleo celular, disperso, muy replegado y unido a proteínas formando la cromatina. Para poder extraerlo es necesario romper las células y separar el núcleo para después volver a romperlo y liberar el ADN. Una vez liberado el ADN es necesario separarlo de las proteínas y provocar la precipitación de éstas para poder extraer el ADN. Extraeremos el ADN de una muestra de saliva, la cual en la boca arrastra las células del epitelio que recubre las paredes internas de la boca y que se están desprendiendo constantemente. Durante el enjuague el agua ha recogido las células que se desprenden de las encías, las paredes de la boca, la lengua, etc.  3. Materiales. Gradilla. Tubo tipo Falcon. 2 vasos de precipitado. Agua destilada. Zumo de piña. Detergente. Sal. Embudo. 3. Procedimiento. En primer lugar prepararemos las dos disoluciones que mezclaremo

Práctica 7: Recuento y viabilidad celular.

1. Objetivo. Averiguar el número de células vivas de nuestro cultivo celular. 2. Fu ndamento . Para iniciar un cultivo, así como realizar un seguimiento del mismo, se debe conocer la densidad celular en número de células/ml. Las células contadas deben estar vivas, por lo que también debemos de comprobar su viabilidad. Ambos procesos se realizan simultáneamente mediante los métodos de coloración vital con azul tripán (colorante que penetra en las células cuya membrana está rota) y recuento o contaje celular con un hemocitómetro denominado cámara de Neubauer. La cámara de Neubauer es  un  portaobjetos  que tiene dos zonas ligeramente deprimidas en cuyo fondo se ha marcado con la ayuda de un  diamante  una cuadrícula de dimensiones conocidas. Se cubre la cámara con un  cubreobjetos  que se adhiere por simple tensión superficial (en especial una vez que se haya añadido la muestra líquida). 3. Material y reactivos. Gradilla. Tres tubos Eppendorf. Colorante azul tripán. Mi